Le clonage moléculaire : évolutions techniques pour améliorer efficacité et robustesse Présentiel

AXE 12 - Biologie moléculaire et biochimie

Environnement scientifique et technique de la formation

Institut pour l'avancée des biosciences
https://iab.univ-grenoble-alpes.fr/

RESPONSABLES
Christiane ODDOU
Ingénieure d'études
UMR 5309
Olivier DESTAING
Directeur de recherche
UMR 5309

LIEU

Améliorer l'efficacité et la robustesse du clonage moléculaire

PROGRAMME

Jour 1
- matin 3 h :
• présentation-introduction 1h30
• séance TP1 1h30 (PCR, digestion enzymatique).
- après-midi 4 h :
• séance TP2 2 h : Gibson assembly, transformation, PCR
• cours-TD 2 h : recherche de séquences, logiciel Serial Cloner

Jour 2
- matin 3h30 :
• séance TP3 1h : screening par PCR
• TD 2 h30 : construction in silico
- après-midi 4 h :
• séance TP4 1h : ligation TA cloning
• cours 3h : les différents vecteurs, transduction

Jour 3
- matin 3h30 :
• cours 2h : techniques de clonage, outils
• TD 1h30 : bilan, échange
• cours 1h : optogénétique
• visite plateformes microscopie / cytométrie 1h, traitements de questions et problématiques individuelles 1h

• Connaitre et comparer les différentes techniques de clonage en termes de coût et d'efficacité, afin d'optimiser les stratégies.
• Rechercher les informations de biologie moléculaire de base (séquences moléculaires, variants, structure de gènes…) dans les bases de données et logiciels dédiés.
• Utiliser le logiciel Serial Cloner (logiciel gratuit) pour l'analyse de séquence et la conception de cartes de plasmides in silico.
• Développer une stratégie de choix de vecteur de clonage en fonction des objectifs scientifiques, des cellules hôtes (procaryote ou eucaryote), du mode d'expression souhaitée (création de lignées stables ou transitoires), du mécanisme d'introduction de l'ADN exogène (transformation, virus, transfection, électroporation).
• Réussir efficacement et rapidement un clonage moléculaire avec la mise en œuvre des techniques de Gibson assembly et TA cloning.
• Connaitre les bases de la transduction cellulaire eucaryote par Retrovirus / Lentivirus et par un système de transposon (sleeping beauty).
• Suivre et manipuler une protéine cible dans une cellule d'intérêt par la technologie d'optogénétique.

Alternance de cours (15,5 h) et de travaux pratiques (5,5 h).

En fin de formation, un test d'auto-évaluation d'acquisition des connaissances sera effectué et une correction collégiale commentée permettra à l'apprenant de se positionner sur l'atteinte des objectifs de la formation.

Un guide manuel des TP et des supports dématérialisés seront mis à disposition du stagiaire.